Thursday, 14th December 2017
    MICROSCOPÍA ÓPTICA Y CONFOCAL
 

Coordinador Científico:
Fco. Javier Díez-Guerra
Responsable Técnico:
Ángeles Muñoz

 

Microscopía Óptica y Confocal

 

SMOC

 

Comunidad de Madrid

 

ÚLTIMAS NOTICIAS

  • 07-12-2017: LSM510 Vertical reparado. Se ha cambiado el escáner X y el láser de Argón (línea 488).
  • 17-11-2017: Disponible de nuevo eescáner resonante del confocal Nikon A1R.
  • 16-11-2017: Apertura   confocal LSM800 a partir del lunes 20. Para realizar las reservas y organizar las sesiones de formación y asistencia, dirigirse al SMOC (lab 310).
  • 09-02-2017 Láser Maitai del Multifotón fuera de servicio. El equipo se puede utilizar como confocal.
 

ENLACES - PROTOCOLOS - AUTOFLUORESCENCIA

 

  • Componentes celulares que generan autofluorescencia
  • Paper sobre autofluorescencia
  • Documento sobre autofluorescencia de "Wright Cell Imaging Facility"
  • Immunostaining techniques (Millipore)
  • Autofluorescence Eliminator Reagent (Millipore)
  • Sistema Image-iT™ FX signal enhancer de Molecular Probes
  • Sistema FocusClear de CelExplorer
  • Página Protocolos/Clarificación de muestras
  • CuSO4 en acetato amónico: Reduction of Lipofuscin-like Autofluorescence in Fluorescently Labeled Tissue.
    • Borohidruro sódico
      • Tratar los cubres fijados con NaBH4 (1 mg/ml en PBS pH 8.0) durante 10 minutos a temperatura ambiente
      • Lavar con PBS y proseguir con el protocolo usual de inmuofluorescencia. Esta solución debe estar recién preparada, observándose la formación de burbujas.
    • Toluidine blue
      En caso de que sea el FITC el método de detección y fundamentalmente para tejidos:
      • Incubar el tejido en 0.1% Toluidine Blue (Sakai, 1973. Stain Technology 48: 247-249) desde varias horas hasta toda la noche
      • Lavar el exceso de solución. Esto disminuirá la autofluorescencia debida principalmente a la clorofila y a las paredes celulares (elastina/colágeno esencialmente)
    • Cloruro amónico
      • Tratar los cubres fijados con NH4Cl (50mM diluído en PBS pH 8.0) durante 10 minutos a temperatura ambiente
      • Lavar con PBS y proseguir con el protocolo usual de inmuofluorescencia
    • Sudan Black
      • Tratar los cubres después de incubar con los anticuerpos secundarios con 0.3% Sudan Black (w/v) in 70% ETOH (v/v) durante 10 minutos
      • Lavar bien con PBS y montar la preparación
    • Trypan Blue
      • Tratar los cubres después de incubar con los anticuerpos secundarios con Trypan Blue 250ug/ml, pH 4.4 en PBS durante 1 minuto
      • Lavar bien con PBS y montar la preparación